Artropofauna como factor de riesgo en la transmisión de patógenos de importancia en la Salud Pública, en la Cuenca del Río de Madre de Dios (Perú)

Autores/as

  • Jesús Eduardo Rojas Jaimes Escuela de Medicina Humana, Universidad Científica del Sur
  • Edwin Requena Zúñiga Laboratorio de Entomología, Instituto Nacional de Salud.

DOI:

https://doi.org/10.21142/cient.v13i2.386

Palabras clave:

Riesgo, Enfermedades Transmisibles, Malaria, Encefalitis, Leishmanisiasis, Prevención

Resumen

Existe un vacío de conocimiento sobre la artropofauna como un factor de riesgo en la transmisión de patógenos de importancia en salud pública para la población residente o de tránsito en las localidades rurales. El objetivo de este trabajo es identificar la artropofauna como un factor de riesgo en la transmisión de los patógenos mencionados. Se recolectaron los artrópodos en localidades de La Hacienda, Casa ITA, Chacra Gamitana y el Lago Valencia, utilizando trampas Shannon, trampas de luz tipo CDC y mediante recolección manual. Los artrópodos fueron identificados y, finalmente, se procedió a vincularlos con la transmisión de patógenos, según reportes científicos. Se procesaron un total de 604 muestras, de las cuales, en la localidad de La Hacienda, se identificó a Anopheles oswaldoi y Anopheles forattinii, mientras que en la localidad de Casa ITA a Anopheles oswaldoi, Coquilletidia sp, Aedeomyia squamipennis, Ochlerotatus sp., Psorophora sp, Mansonia titillansLutzomyia saulensis y Amblyomma sabanerae. En Chacra Gamitana, se identificó a Amblyomma sabanerae. Y, finalmente, en Lago Valencia, a Anopheles darlingi, Culex sp, Coquillettidia sp, Ochlerotatus sp, Psorophora sp., Lutzomyia saulensis y Lutzomyia davisi. Las localidades donde se realizaron las colectas cuentan con población con riesgo de adquirir patógenos de importancia en la salud pública, que pueden provocar malaria, encefalitis, oropouche, filariosis, fiebre manchada, fiebre del Nilo Occidental y leishmaniasis.

Descargas

Los datos de descarga aún no están disponibles.

Referencias

Chapin FS, Zavaleta ES, Eviner VT, Naylor RL, Vitousek PM, Reynolds HL, et al. Consequences of changing biodiversity. Nature 2000; 405: 234-42

Maldonado H. El ambiente en que vivimos y la salud. Geoenseñanza 2008; 13: 83-96.

Cárdenas R, Sandoval C, Rodríguez A, Hernández D, Jaimes E, Mendoza J.

Medio ambiente y protozoosis sistémicas. Características fisiográficas del entorno y su asociación en la leishmaniasis visceral. Acad. 2005; 3: 35-40.

Anderson J, Scheneider J, Grimstad P, Severson D. Quantitative genetics of vector competence for La Crosse virus and body size in Ochlerotatus hendersoni and Ochlerotatus triseriatus interspecific hybrids. Genetics 2005; 169: 1529-39.

Petersen V, Devicari M, Suesdek L. High morphological and genetic variabilities of Ochlerotatus scapularis, a potential vector of filarias and arboviruses. Parasit Vectors 2015; 8: 1-9.

Dantas-Torres F, Otranto D. Dirofilariosis in the Americas: a more virulent Dirofilaria immitis? Parasit & Vectors 2013: 1-9.

Mucci LF, Junior RPC, De Paula MB, Scandar SAS, Pacchioni ML, Fernandes

A, et al. Feeding habits of mosquitoes (Diptera: Culicidae) in an area of sylvatic transmission of yellow fever in the state of Sao Paulo, Brazil. J Venom Anim Toxins Incl Trop Dis. 2015; 21: 1-10.

Chagas AC, Calvo E, Rios-Velásquez CM, Pessoa F, Medeiros JF, Ribeiro JMC. A deep insight into the sialotranscriptome of the mosquito, Psorophora albipes. BMC Genomics 2013; 14: 1-19.

Kemenesi G, Dallos B, Oldal M, Kutas A, Földes F, Németh V, et al. Putative novel lineage of West Nile virus in Uranotaenia unguiculata mosquito, Hungary. Virus Disease 2014; 25: 500-3.

Junglen S, Kopp A, Kurth A, Pauli G, Ellerbrok H, Leendertz FH. A new flavivirus and a new vector: characterization of a novel flavivirus isolated from uranotaenia mosquitoes from a tropical rain forest. J Virol. 2009; 83: 4462-8.

Navia-Gine WG, Loaiza JR, Miller MJ. Mosquito-host interactions during and after an outbreak of equine viral encephalitis in eastern Panama. PLoS One 2013; 8 :1-8

Yanoviak SP, Aguilar PV, Lounibos LP, Weaver SC, Yanoviak SP, et al. Transmission of a Venezuelan Equine Encephalitis Complex Alphavirus by Culex (Melanoconion) gnomatos (Diptera : Culicidae) in Northeastern Peru. J Med Entomol. 2005; 42: 404-8.

Morrison AC, Forshey BM, Notyce D, Astete H, López V, Rocha C, et al. Venezuelan Equine Encephalitis Virus in Iquitos, Peru : Urban Transmission of a Sylvatic Strain 2008; 2: 1-14.

Maves RC, Reaves EJ, Martin GJ. Bullous leg lesions caused by Culicoides

midges after travel in the Amazon basin. Am J Trop Med Hyg. 2010; 83: 447.

Ruder MG, Howerth EW, Stallknecht DE, Allison AB, Carter DL, Drolet BS, et al. Vector competence of Culicoides sonorensis (Diptera: Ceratopogonidae) to epizootic hemorrhagic disease virus serotype 7. Parasit & Vect. 2012; 5: 236.

Proenca-Modena JL, Sesti-Costa R, Pinto AK, Richner JM, Lazear HM, Lucas T, et al. Oropouche virus infection and pathogenesis are restricted by MAVS, IRF-3, IRF-7, and type I interferon signaling pathways in nonmyeloid cells. J Virol. 2015; 89: 4720-37.

Stein M, Zalazar L, Willener JA, Ludueña Almeida F, Almirón WR. Culicidae

(Diptera) selection of humans, chickens and rabbits in three different environments in the province of Chaco, Argentina. Mem Inst Oswaldo Cruz 2013; 108: 563-71.

Njabo KY, Cornel AJ, Sehgal RNM, Loiseau C, Buermann W, Harrigan RJ, et al. Coquillettidia (Culicidae, Diptera) mosquitoes are natural vectors of avian malaria in Africa. Malar J. 2009; 8: 1-12.

Jones CM, Machin C, Mohammed K, Majambere S, Ali AS, Khatib BO, et al. Insecticide resistance in Culex quinquefasciatus from Zanzibar: implications for vector control programmes. Int Pest Control 2012; 54: 148.

Díaz-Badillo A, Bolling B, Pérez-Ramírez G, Moore C, Martínez-Muñoz J, Padilla-Viveros A, et al. The distribution of potential West Nile virus vectors, Culex pipiens pipiens and Culex pipiens quinquefasciatus (Diptera: Culicidae), in Mexico City. Parasit Vectors 2011; 1-12.

Ughasi J, Bekard HE, Coulibaly M, Adabie-Gomez D, Gyapong J, Appawu M, et al. Mansonia africana and Mansonia uniformis are vectors in the transmission of Wuchereria bancrofti lymphatic filariasis in Ghana. Parasit Vectors 2012; 5: 89.

Bourne LB. Dermatitis from Mansonia wood . Brit. J. industr. Med. 1956; 13: 55-8.

De Paula MB, De Castro Gomes A, Natal D, Ribeiro AM, Mucci LF. Effects of artificial flooding for hydroelectric development on the population of Mansonia humeralis (Diptera: Culicidae) in the Paraná River, São Paulo, Brazil. J Trop Med. 2012; 1: 1-12.

Cortés-Guzmán AJ, Sánchez-Casas RM, Ibarra-Juárez L, Ortega-Morales AI, Garcia-Rejón JE, Contreras-Cordero, et al. West Nile Virus Survey of Birds, Horses, and Mosquitoes of the Pacific Coast, Southern Mexico. Southwest Entomol. 2013; 38: 231-40.

Gabaldon A, Ulloa G, Godoy N, Márquez E, Pulido J. Aedeomya squamipennis (Dipetera,Culicidae) vector natural de la Malaria en Venezuela. Boletín de la Dirección

de Malariología y saneamiento ambiental 1977; 17: 9-14.

Tomassone L, Núñez P, Ceballos L, Gurtler R, Kitron U, Farber M. Detection of “Candidatus Rickettsia sp. strain Argentina” and Rickettsia bellii in Amblyomma ticks (Acari: Ixodidae) from Northern Argentina Exp Appl Acarol. 2010; 52: 93-100.

Quiñones ML, Ruiz F, Calle D a., Harbach RE, Erazo HF, Linton YM. Incrimination of Anopheles (Nyssorhynchus) rangeli and An. (Nys.) oswaldoi as natural vectors of Plasmodium vivax in Southern Colombia. Mem Inst Oswaldo Cruz 2006; 101: 617-23.

Wilkerson RC, Sallum MAM. Anopheles (Anopheles) forattinii: a new species in series Arribalzagia (Diptera: Culicidae). J Med Entomol. 1999; 36: 345-54.

Fonslow BR, Stein BD, Webb KJ, Xu T, Choi J, Kyu S, et al. Analysis of salivary gland transcripts of the sand fly Lutzomyia ayacuchensis, a vector of Andean-type cutaneous leishmaniasis Infect Genet Evol. 2013; 10: 54-6.

Pachler K, Lebl K, Berer D, Rudolf I, Hubalek Z, Nowotny N. Putative new west nile virus lineage in Uranotaenia unguiculata mosquitoes, Austria, 2013. Emerg Infect Dis. 2014; 20: 2119-22.

Yanoviak SP, Aguilar PV, Philip LL, and SC. Weaver Transmission of a Venezuelan Equine Encephalitis Complex Alphavirus by Culex (Melanoconion) gnomatos (Diptera: Culicidae) in Northeastern Peru. J. Med. Entomol. 2005; 42: 404-8.

County C, County B, Moulis RA, Peaty LFAW, Heusel JL, Jr HB, et al. Mansonia titillans: new resident species or infrequent visitor in Chatham County, Georgia, and Beaufort County, South Carolina, USA. Journal of the American Mosquito Control Association 2015; 31: 167-71.

Calisher CH, Lazuick JS, Justines G, Francy DB, Monath TP, Gutierrez E, et al. Viruses isolated from Aedeomyia squamipennis mosquitoes collected in Panama, Ecuador, and Argentina: establishment of the Gamboa serogroup. Am J Trop Med Hyg. 1981; 30: 219-23.

Barbieri ARM, Romero L, Labruna MB. Rickettsia bellii infecting Amblyomma sabanerae ticks in El Salvador. Pathog Glob Health 2012; 106: 188-9.

Bernabeu-Wittel M, Segura-Porta F. Enfermedades producidas por Rickettsia. Enferm Infecc Microbiol Clin. 2005; 23: 163-72.

Fernández R, Vera H, Calderón G. Revisión histórica de la distribución de

Anopheles (Nyssorhynchus) darlingi (Diptera: Culicidae) en la Amazonía peruana. Rev Peru Med Exp Salud Pública 2014; 31: 310-8.

Hiwat H, Bretas G. Ecology of Anopheles darlingi Root with respect to vector importance: a review. Parasit Vectors 2011; 4: 1-13.

Ministerio de Salud. Dirección Nacional de Epidemiologia. Boletín Epidemiológico 2016. [Fecha de consulta: julio 27 del 2016] Disponible en: http://www.dge.gob.pe/portal/docs/vigilancia/sala/2016/SE07/leishmaniosis.pdf

Kato H, Cáceres AG, Hashiguchi Y. First evidence of a hybrid of Leishmania

(Viannia) braziliensis/L. (V.) peruviana DNA Detected from the Phlebotomine Sand Fly Lutzomyia tejadai in Peru. PLoS Negl Trop Dis. 2016; 10: 1-9.

Valdivia HO, De Los Santos MB, Fernández R, Baldeviano GC, Zorrilla VO, Vera H, et al. Natural Leishmania infection of Lutzomyia auraensis in Madre de Dios, Peru, detected by a fluorescence resonance energy transfer-based real-time polymerase chain reaction. Am J Trop Med Hyg. 2012; 87: 511-7.

Gama J, Melo J, Alves de Freitas R, Bastos M. Fauna flebotomínica (Diptera: Psychodidae) de la Serra do Tepequém, municipio de Amajari, estado de Roraima, Brasil. Rev Pan-Amaz Saude 2010; 1: 131-6.

Descargas

Publicado

2018-04-03

Número

Sección

Artículos Originales